Comportamento celular e resposta antioxidante diferenciados de Saccharomyces cerevisiae e de Saccharomyces chevalieri ao metavanadato de amónio

Different cellular behaviour and antioxidant response of Saccharomyces cerevisiae and Saccharomyces chevalieri growing in presence of ammonium metavanadate

 

R. Ferreira ¹, I. Alves-Pereira ^1,2, S. Magriço ², C. Ferraz-Franco²

 

RESUMO

A fermentação do vinho é um processo microbiológico complexo que requere a presença de leveduras adaptadas a condições de stresse. No ambiente celular de organismos aeróbios ocorrem naturalmente espécies reactivas de oxigénio (ROS) como subprodutos da respiração mitocondrial. A elevada reactividade destas espécies químicas pode gerar danos moleculares que, em alguns casos, levam à morte celular. Em condições fisiológicas normais ou como resposta ao stresse oxidativo, a célula pode desencadear respostas adaptativas que envolvem mecanismos antioxidantes como os enzimas glutationo redutase (GR; EC 1.6.4.2) e catalases T (CAT T; EC 1.11.1.6) e A (CAT A; EC 1.11.1.6).

O vanádio, um metal pesado presente em alguns fitofármacos, pode também com portar-se como um gerador de ROS, alterando o estado redox intracelular e exercendo efeitos nocivos em leveduras expostas a quantidade excessiva deste elemento. O principal objectivo deste trabalho foi comparar o efeito do metavanadato de amónio (NH4VO3), um sal pentavalente de vanádio, na viabilidade celular e nas actividades enzimáticas GR, CAT T e CAT A das leveduras vínicas Saccharomyces cerevisiae UE-ME3 e Saccharomyces chevalieri UE-ME1.

Os resultados obtidos mostram que S. chevalieri UE-ME1 revelou menor tolerância ao NH4VO3 do que S. cerevisiae UE-ME3, uma vez que culturas de S. chevalieri não sobreviveram para valores de concentração do sal de vanádio superiores a 7,5 mM enquanto que células de S. cerevisiae mantiveram-se viáveis em presença de metavanadato de amónio 75 mM. As actividades enzimáticas estudadas apresentaram em S. chevalieri valores muito inferiores aos que foram determinados em S. cerevisiae embora em ambas as espécies de levedura o NH4VO3 pareça comportarse como um indutor de stresse oxidativo ao provocar um decréscimo significativo da actividade GR (P<0,01) e um aumento significativo da actividade CAT A (P<0,01). Observou-se, ainda, nas duas espécies de levedura, um aumento da actividade enzimática CAT T, tida como resposta adaptativa protectora ao stresse oxidativo. O comportamento diferenciado de adaptação à presença de metavanadato de amónio pelas duas espécies de Saccharomyces pode ser parcialmente justificado pela presença de sistemas antioxidantes mais eficientes em S. cerevisiae UE-ME3.

 

ABSTRACT

The fermentation of wine is a complex microbiological process which requires yeast adaptation to stress conditions. In the cellular environment of aerobic organisms naturally reactive oxygen species (ROS) occurs as by-products of mitochondrial respiration. The higher reactivity of these chemical species could cause molecular damages that in several cases induce cellular death. In common physiological conditions or as response to oxidative stress, the cell can generate adapted responses which involve antioxidants mechanisms as glutathione reductase (GR; EC 1.6.4.2) and catalase T (CAT T; EC 1.11.1.6) and A (CAT A; EC 1.11.1.6) enzymes.

Vanadium, a heavy metal present in several pesticides could generate ROS changing the intracellular redox state and cause deleterious effects in yeasts exposed to higher levels of this element. The main objective of this work was to compare the effects of ammonium metavanadate (NH4VO3), a pentavalent salt of vanadium on cellular viability and GR, CAT T and CAT A activities of wine yeast Saccharomyces cerevisiae UE-ME3 and Saccharomyces chevalieri UE-ME1.

The results obtained show that S. chevalieri UE-ME1 has lower tolerance to NH4VO3 than S. cerevisiae UE-ME3, since S. chevalieri cultures do not survive to concentration values of ammonium metavanadate higher than 7,5 mM, whereas S. cerevisiae cells are still viable in the presence of 75 mM. S. chevalieri has an enzymatic activity lower than S. cerevisiae, although for both yeast species NH4VO3 could behave as oxidative stress inductor, causing a significant decrease of GR activity (P<0,01) and a significant increase of CAT A activity (P<0,01). The results show also an increase of CAT T activity in both yeast species, which can be interpreted as a protective response to oxidative stress. Differences on response to amonium metavanadate by both species of Saccharomyces could be partially justified by more efficient antioxidant systems in S. cerevisiae UE-ME3.

 

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REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

Barceloux, D. G. 1999. Vanadium, J. Toxicol. Clin. Toxicol., 37:265-278.         [ Links ]

Barnett, J. A. 1998. A history of research on yeast 1: Work by Chemists and Biologists. Yeast, 14: 1439-1451.

Bataillon, M., Rico, A., Sablayrolles J.-M., Salmon J.-M. & Barre, P. 1996. Early thiamin assimilation by yeasts under enological conditions: Impact on alcoholic fermentation kinetics. Journal of Fermentation and Bioengineering, 82: 145-150.

Bauer, F.F. & Pretorius, J. S. 2000. Yeast stress response and fermentation efficiency: how to survive the making of wine – a review. J. Afr. J. Enol., 21: 27-51.

Buschini, A., Poli, P. & Rossi, C. 2003. Saccharomyces cerevisiae as an eukaryotic cell model to assess cytotoxicity and genotoxicity of three anticancer anthraquinones. Mutagenesis, 18: 25-36.

Cabiscol, E., Piulats, E., Echave P., Herrero E. & Ros J. 2000. Oxidative Stress Promotes Specific Protein Damage in Saccharomyces cerevisiae. Journal of Biological Chemistry, 275: 27393-27398.

Carmel-Harel O., Stearman R., Gasch A. P., Botstein D., Brown P. O. & Storz G. 2001. Role of thioredoxin reductase in the Yap1p-dependent response to oxidative stress in Saccharomyces cerevisiae. Mol Microbiol, 39: 595-605.

Carrasco, P., Querol A. & del Olmo M. 2001. Analysis of the stress resistance of commercial wine yeast strains. Arch Microbiol. 175: 450-457.

Cooper, J. M. 2000. The cell: A molecular approach. Sunderland, London, GB.

Costa, V. & Moradas-Ferreira, P. 2001. Oxidative stress and signal transdution in Saccharomyces cerevisiae: insights into ageing, apoptosis and diseases. Molecular Aspects of Medicin, 22: 217-246.

Davidson, J. F., Whyt, B., Bissinger, P. H. & Schiestl, R. H. 1996. Oxidative stress is involved in heat-induced cell death in Saccharomyces cerevisiae. Proc. Natl. Acad. Sci. USA Microbiology, 93: 5116-5121.

Dumond, H., Danielou N., Pinto M. & Bolotin-Fukuhara M. 2000. A large-scale study of Yap1p-dependent genes in normal aerobic and H2O2-stress conditions: the role of Yap1p in cell proliferation control in yeast. Mol. Microbiol, 36: 830-845.

Franca, M. B., Panek, A. D. & Eleutherio, E. C. 2005. The role of cytoplasmic catalase in dehydration tolerance of Saccharomyces cerevisiae. Cell Stress Chaperones, 10: 167-70

Frazier, W. C. 1972. Microbiologia de los alimentos. W. C. Brown Publishers, London

Golberg, D. M. & Spooner, R. J. 1987. Glutathione reductase. In Bergmeyer (eds) Methods of Enzymatic Analyses, pp.259-271. VCH, New York.

Grant, C. M. 2001. Role of glutathione/glutaredoxin and thioredoxin systems in yeast growth and response to stress conditions. Molecular Microbiology, 39: 533-541.

Grant, C. M., Maclver, F. H. & Dawes I. W. 1997. Mitochondrial function is required for resistance to oxidative stress in the yeast Saccharomyces cerevisiae. FEBS Letters, 410: 219-222.

Huang, C., Zhang, Z. & Shi, X. 2000. Vanadate induces p53 transactivation trough hydrogen peroxide and causes apoptosis. Journal of Biological Chemistry, 259: 13273-13281.

Jamieson, D. J. 1998. Oxidative stress responses of yeast Saccharomyces cerevisiae. Yeast 14: 1511-1527

Lapinskas, P., Ruis, H. & Culotta, V. 1993. Regulation of Saccharomyces cerevisiae catalase gene expression by copper. Current Genetics, 24: 388-393

Lee, J., Godon, C., Lagniel,G., Spector, D., Garini, J., Labarre, J. & Toledano, M. B. 1999. Yap1 and Skn7 Control Two Specialized Oxidative Stress Response Regulons in Yeast. The Journal of Biological Chemistry, 274: 16040–16046.

Lima, N. & Mota, M. 2003. Biotecnologia: Fundamentos e aplicações. LIDEL-Edições Técnicas Lda, Lisboa

Lowry, O. H., Rosenbrough, N. J., Farr, L. & Randall, R. J. 1951. Protein Measure with the Folin Phenol Reagent. J. Biol. Chem. 193: 265-275.

Lushchak, V. I. & Gospodaryov, D. V. 2005. Catalases protect cellular proteins from oxidative modification in Saccharomyces cerevisiae. Cell Biol Int., 29: 187-92.

Rossignol, T., Dulau L., Julien A. & Blondin B. 2003. Genome-wide monitoring of wine yeast gene expression during alcoholic fermentation. Yeast, 20: 1369-85.

Scandalios, J. G. 2005. Oxidative stress: molecular perception and transduction of signals triggering antioxidant gene defenses. Braz J Med Biol Res., 38: 995-1014.

Sokal, R. R. & Rohlf, F. J. 1997. Biometry. W. H. Freeman, New York.

Tran, L.-T., Miki, T., Kamakura, M., Izawa, S., Tsujimoto, Y., Maybe, S., Inoue, Y. & Kimura, A. 1995. Oxidative Stress Response in Yeast, Induction of Glucose-6-Phosphate Dehydrogenase by Lipid Hydroperoxide in Hansenula mrakii. Journal of Fermentation and Bioengineering, 80: 606-609.

Van Uden, N. 1967. Transport-limited fermentation and growth of Saccharomyces cerevisiae and competitive inhibition. Arch. Microbiol., 58: 155-168.

 

¹ Instituto de Ciências Agrárias Mediterrânicas (ICAM), Universidade de Évora, Apartado 94, 7002554 Évora; e-mail: raf@uevora.pt; ² Departamento de Química, Universidade de Évora,